外源基因進入細胞主要有物理介導、化學介導、生物介導。目前市面上比較常見的就是化學介導中的陽離子聚合物轉染法和脂質體轉染法。下面就從這兩種常見方法簡單介紹操作注意事項。
以 24 孔板為例，陽離子聚合物轉染DNA步驟如下
1、準備健康的細胞：剛復蘇的細胞傳代3–4次，使得細胞從解凍過程中恢復過來，并恢復正常的生長速度，通過顯微鏡觀察細胞使用臺盼藍染色檢測細胞活率，細胞活率保持在90%以上。在匯合率達到90%之前對細胞進行傳代。
2、細胞接種: 每孔接種 0.5~1.0×105個細胞，細胞培養 12~24 小時，使轉染時細胞密度達到70%-90%融合度
3、質粒稀釋: 將 0.4µg 質粒稀釋于 Opti-MEM 培養基中，終體積 10µL
4、 復合物制備: 按比例取適量 BC-DNA 稀釋于 Opti-MEM 培養基中， 終體積 10µL，室溫孵育 5 分鐘后與質粒稀釋液混勻
5、 室溫靜置 20 分鐘
6、 每孔 20µL 復合物加入細胞培養板中，混勻，37℃培養 18~48 小時后檢測基因表達，無需更換培養基
操作注意事項
1、細胞密度以及細胞狀態，密度過低會影響轉染效率，細胞狀態過差轉染效果也會不佳。
2、一般在轉染24-72h，靶基因即在細胞內表達。根據不同的實驗目的，24-48h后即可進行靶基因表達的檢測實驗。轉染48~72h后可檢測蛋白表達，如用于重組蛋白、抗體生產等。以siRNA為例，siRNA轉染后，在mRNA水平下降后，接下來才會有蛋白水平的下降，一般來說，轉染后48-72h進行蛋白檢測通常會得到較好的結果。
3、轉染時不加血清是防止血清的干擾作用，轉染后可適時加入，補充營養。加入過早會引起未轉染細胞的優勢生長，過晚會引起較多細胞死亡?？蓪崟r觀察1/5細胞變圓的時候加入血清。盡管有些轉染試劑號稱不需要換液，也能取得不錯的效果，但是為了使細胞培養的環境更好，建議在轉染后6小時左右換有血清的培養基可能會更好。
脂質體法瞬時轉染
1、 轉染試劑的準備：將400ul去核酸酶水加入管中，震蕩10秒鐘，溶解脂狀物。震蕩后將試劑放在-20℃保存，使用前還需震蕩。
2、選擇合適的混合比例（1：1-1：2/脂質體體積：DNA質量）來轉染細胞。在一個轉染管中加入合適體積的無血清培養基。加入合適質量的表達基因質粒的DNA，震蕩后在加入合適體積的轉染試劑，再次震蕩。
3、 將混合液在室溫放置10-15min。吸去培養瓶中的培養基，用PBS或者無血清培養基清洗一次。加入混合液，將細胞放回培養箱中培養一個小時。到時后，根據細胞種類決定是否移除混合液，之后加入完全培養基繼續培養24-48h。
4、 在轉染后24h，觀察實驗結果并記錄綠色熒光蛋白表達情況。進行細胞傳代，按照免疫染色合適的密度將細胞重新加入培養皿中。
5、 在正常條件下培養24h后按照染色要求條件固定。轉染條件可根據實驗要求改進
操作注意事項
1、一款好的轉染試劑，要具有較高的轉染效率，較低的細胞毒性和較合適的價格。現在市面上的轉染試劑良莠不齊，選擇時要根據需要轉染的細胞系特性選擇。
2、質粒的形態與大小對轉染效率也有影響，超螺旋質粒的轉染效率比線性DNA高得多，特別是瞬時轉染。質粒太大了轉染會困難一些。用于轉染的質粒DNA必須無蛋白質，無RNA和其他化學物質的污染，應確保質粒OD值A260/A280 在1.8~2.0之間。如果DNA不純，如帶少量的鹽離子，蛋白、代謝物污染都會顯著影響轉染復合物的有效形成及轉染的進行。
3、細胞密度也影響轉染效率，轉染當日的細胞密度以70-90%（貼壁細胞）或2×106-4×106cells/ml（懸浮細胞）為宜，最好在轉染前4h換一次新鮮培養液。
4、抗生素是影響轉染的培養基添加物。這些抗生素一般對于真核細胞無毒，但陽離子脂質體試劑增加了細胞的通透性，使抗生素可以進入細胞。這降低了細胞的活性，導致轉染效率降低。