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在RT-qPCR實(shí)驗(yàn)中不論是實(shí)驗(yàn)小白還是老司機(jī)，都會(huì)遇到各種不同的實(shí)驗(yàn)問題。解決問題不僅要浪費(fèi)額外的樣品和試劑，還要占用大量的時(shí)間一遍遍的重復(fù)和分析，真是被實(shí)驗(yàn)折磨得焦頭爛額。那實(shí)驗(yàn)過程中應(yīng)該注意哪些細(xì)節(jié)呢？小翊精心為大家總結(jié)了RT-qPCR實(shí)驗(yàn)的注意事項(xiàng)，希望助小伙伴們一臂之力。

RT-qPCR實(shí)驗(yàn)包括RNA提取與質(zhì)量評(píng)估，逆轉(zhuǎn)錄和qPCR三大步驟，每個(gè)步驟都有很多注意事項(xiàng)，才能做出可靠的數(shù)據(jù)。下面由小翊給您詳細(xì)介紹。

RNA質(zhì)量評(píng)估

在RT-qPCR實(shí)驗(yàn)中，RNA提取完成后，需要對(duì)RNA的質(zhì)量進(jìn)行評(píng)估，合格后才可進(jìn)行后續(xù)實(shí)驗(yàn)。評(píng)估方法有分光光度計(jì)，瓊脂糖凝膠電泳，Agilent 2100分析等，其中最常用的有分光光度計(jì)和瓊脂糖凝膠電泳法檢測(cè)。我們需要注意的是這兩種方法需要搭配使用，才能完成對(duì)RNA濃度、純度和完整度的檢測(cè)分析，以保證RNA的質(zhì)量。

分光光度計(jì)檢測(cè)法

分光光度計(jì)主要用于測(cè)定RNA的濃度和純度，但不能對(duì)RNA的完整度和基因組殘留進(jìn)行檢測(cè)。其中，A260/280和A260/230是RNA純度檢測(cè)的重要參數(shù)，可根據(jù)其數(shù)值的波動(dòng)，檢測(cè)RNA的純度：

2?1.9<?A260/280<?2.1，說明RNA純度較好；A260/280<1.9，表示RNA中可能有蛋白殘留；A260/280>2.1，表示RNA可能有部分降解，可經(jīng)瓊脂糖凝膠電泳進(jìn)一步確認(rèn)。

2?2.0<?A260/230<?2.2，說明RNA純度較好；A260/230<?2.0，則說明RNA中可能有機(jī)試劑殘留，如酚、乙醇或糖類等。

瓊脂糖凝膠電泳檢測(cè)

瓊脂糖凝膠電泳檢測(cè)可以分析RNA的完整度，基因組和蛋白殘留，但不能對(duì)RNA的濃度準(zhǔn)確定量，也不能檢測(cè)有機(jī)試劑的殘留。以真核生物RNA模板為例：

2?將RNA進(jìn)行瓊脂糖凝膠電泳，若膠圖上只有28sRNA、18sRNA和5.8sRNA三條單一的條帶，說明提取的RNA完整度良好。如果出現(xiàn)拖帶的現(xiàn)象，表示RNA部分降解。

2?若膠孔和28sRNA條帶之間出現(xiàn)單一明亮的條帶，表示可能有基因組DNA殘留。

2?若膠孔內(nèi)出現(xiàn)條帶，說明可能有蛋白等大分子物質(zhì)殘留。

逆轉(zhuǎn)錄

RNA提取完成后，需要反轉(zhuǎn)成cDNA才能進(jìn)行后續(xù)實(shí)驗(yàn)，所以反轉(zhuǎn)步驟是必不可少的。逆轉(zhuǎn)錄將從逆轉(zhuǎn)錄酶的選擇和引物的選擇進(jìn)行介紹：

逆轉(zhuǎn)錄酶的選擇

常見代表性反轉(zhuǎn)錄酶有AMV RTase和MMLV RTase兩大類：AMV RTase的RNase H活性強(qiáng)，合成長(zhǎng)度短，合成量低，熱穩(wěn)定性好（42～55℃）；MMLV RTase的RNase H活性弱，合成長(zhǎng)度長(zhǎng)，合成量高，熱穩(wěn)定性差（37～42℃）。

由于RNase H酶具有降解RNA模板的功能，所以在逆轉(zhuǎn)錄時(shí)應(yīng)該優(yōu)先選擇RNase H活性弱的MMLV?，而且后期經(jīng)過基因工程改造，MMLV熱穩(wěn)定性已達(dá)到質(zhì)的飛躍。以Yeasen的Hifair??Ⅲ逆轉(zhuǎn)錄酶（11141）為例，該酶經(jīng)基因工程改造，刪除了RNase H活性，同時(shí)反應(yīng)溫度可達(dá)60℃，針對(duì)高GC及富含復(fù)雜二級(jí)結(jié)構(gòu)的模板具有更高的反轉(zhuǎn)錄效率。

引物的選擇

通常RT primer可分為三類：oligo dT，隨機(jī)引物和基因特異性引物。根據(jù)不同的實(shí)驗(yàn)需求選擇適合的引物進(jìn)行使用。

2?如果模板為真核生物來源，且后期cDNA用于常規(guī)PCR擴(kuò)增，建議選擇Oligo（dT）；若后續(xù)實(shí)驗(yàn)僅用于qPCR，建議將Oligo（dT）與隨機(jī)引物混合后使用，可提高反轉(zhuǎn)錄效率。

2?如果模板為原核生物來源，反轉(zhuǎn)錄請(qǐng)選用Random Primers 或者基因特異性引物。

熒光定量

熒光定量主要從定量方法的選擇、引物設(shè)計(jì)原則、ROX的選擇、反應(yīng)體系的配置和反應(yīng)條件的設(shè)置等分別進(jìn)行闡述：

定量方法的選擇

定量方法分為相對(duì)定量和絕對(duì)定量。相對(duì)定量可用于檢測(cè)某種處理方法對(duì)基因表達(dá)的影響，檢測(cè)基因在不同時(shí)間的表達(dá)差異和比較基因在不同組織中的表達(dá)差異；絕對(duì)定量可對(duì)病毒中核酸的量進(jìn)行檢測(cè)等。大家在做實(shí)驗(yàn)時(shí)，一定要根據(jù)自己的實(shí)驗(yàn)選擇合適的定量方法。

引物設(shè)計(jì)原則

qPCR引物設(shè)計(jì)的好壞，直接關(guān)乎著擴(kuò)增效率高低，產(chǎn)物特異性與否。所以正確設(shè)計(jì)出好的引物是qPCR成功的第一步。引物設(shè)計(jì)在滿足常規(guī)引物設(shè)計(jì)的原則上還要注意以下原則：

2?目的片段長(zhǎng)度最好控制在100?~?300 bp；

2?跨外顯子設(shè)計(jì)，避免基因組DNA的影響；

2?設(shè)計(jì)的引物需要進(jìn)行擴(kuò)增效率的檢測(cè)，擴(kuò)增效率達(dá)標(biāo)（90-110%）才可用于定量實(shí)驗(yàn)；

2?引物濃度通常在0.1uM-1.0uM之間優(yōu)化選擇。

ROX的選擇

在定量反應(yīng)過程中，ROX能夠均一化校正儀器的光程差，移液誤差或蒸發(fā)冷凝導(dǎo)致的體積差等，提高結(jié)果的重復(fù)性。但需要注意的是ROX的選擇與儀器相關(guān)，如果qPCR儀有自動(dòng)校正孔間差的功能，就不需要添加ROX，反之則需要添加ROX校正。小伙伴們?cè)谫I試劑時(shí)一定要根據(jù)所用的儀器型號(hào)選擇正確ROX，避免后期出錯(cuò)。

反應(yīng)體系的配制

反應(yīng)體積優(yōu)先推薦20ul和50ul。體系配制時(shí)要注意以下事項(xiàng)：

2?反應(yīng)體系需要在超凈工作臺(tái)中通風(fēng)配制；每次實(shí)驗(yàn)都要用新的ddH₂O；

2?每次實(shí)驗(yàn)都需要配制NTC來驗(yàn)證體系中是否存在污染，配制體系時(shí)每一對(duì)引物都需要做NTC；

2?如果想檢測(cè)RNA模板是否有g(shù)DNA殘留，可將每個(gè)樣本都配制NRT進(jìn)行檢測(cè)；

2?配制體系時(shí)，一個(gè)樣本建議至少做3個(gè)技術(shù)型重復(fù)；

2?模板為cDNA時(shí)，建議稀釋5-10倍，減少反轉(zhuǎn)錄體系對(duì)qPCR實(shí)驗(yàn)的抑制作用，模板量最好進(jìn)行梯度摸索，使CT值落在20-30之間最佳；

2?確定所需的反應(yīng)數(shù)量，在反應(yīng)數(shù)量的基礎(chǔ)上增加5-10%，計(jì)算體積配置數(shù)量；

2?體系配制采用能預(yù)混則預(yù)混原則，混勻后離心并保證無氣泡；

2?盡量選擇進(jìn)口且配套的耗材，如ABI儀器最好使用ABI封板膜，伯樂儀器使用配套的白色陶瓷板子。

反應(yīng)條件的設(shè)定

不同的熒光定量酶可能反應(yīng)條件不一樣。比如Yeasen的熒光定量酶就分為配體法熱啟動(dòng)酶和抗體法熱啟動(dòng)酶，關(guān)于這兩種酶反應(yīng)條件的設(shè)定需要注意以下幾點(diǎn)：

2?設(shè)置程序時(shí)要注意配體法的預(yù)變性為95℃，5min；抗體法的預(yù)變性為95℃，30s。；

2?選擇兩步法，可保證產(chǎn)物高特異，選擇三步法可保證高效率擴(kuò)增，小伙伴可根據(jù)自己的實(shí)驗(yàn)選擇合適的程序。

2?上機(jī)時(shí)盡量避免使用最外面一圈的孔。

以上就是小翊對(duì)RT-qPCR注意事項(xiàng)的詳細(xì)總結(jié)，希望能夠?qū)Υ蠹业膶?shí)驗(yàn)有所幫助。小翊在這里提前祝大家中秋快樂，實(shí)驗(yàn)順利。

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